Mikroskopische Färbemethoden                  Zoologie

Bemerkung :
Am besten gelingt die Färbung nach Fixierung in sublimathaltigen Flüssigkeiten, chromhaltige Fixiergemische vermeiden. Schnittdicke unter 10µ

Literatur :  
MT68 §1530 / HistTech S.115 / M.i.A. S.113

Arbeitsablauf :
1. Schnitte entparaffinieren und in Wasser bringen (evtl. Sublimatniederschläge entfernen)
2. Schnitte kurz in Anilinalkohol einstellen
3. Färben in vorgewärmter Azokarminlösg. im Wärmeschrank bei 56°C    10-15 min.
4. Abspülen in Aqua dest.
5. Differenzieren in Anilinalkohol bis nur noch die Zellkerne gefärbt sind. (evtl. geringer Aqua dest. Zusatz)
6. Kurz auswaschen in essigsaurem Alkohol    ½ - 1 min.
   (falls Gewebe noch zu stark rot, zurück in den Anilinalkohol)
7. Abspülen in Aqua dest.
8. 5%ige Wolframatophosphorsäure zum Entfärben und Beizen des Bindegewebes    ca. 2 Std.
9. Kurz abspülen in Aqua dest.
10. 1 Teil Anilinblau-Orange-Gemisch + 2 Teile Aqua dest.    1 - 2 Std.
11. Kurz abspülen in Aqua dest.
12. Differenzieren mit 96%igem Ethanol bis Gewebebestandteile scharf hervor treten (evtl. mikroskopische Kontrolle),
    bei Verwendung von 96%igem Isopropanol läuft der Differenzierungsprozess verlangsamt ab.
13. Entwässern in abs. Isopropanol
14. Xylol, Harzeinschluß

Ansätze :
• Azokarminlösg.: 0.1g Azokarmin G wird in 100ml Aqua dest. aufschwemmen, kurz Aufkochen und durch ein nicht gehärtetes Filter abfiltrieren dann je 100ml Filtrat 1ml Eisessig zugeben.
• Anilinblau-Orange-Gemisch : 0.5g Anilinblau, 2g Orange G in 100ml Aqua dest. lösen und 8ml Eisessig zugeben, kurz aufkochen und nach dem Erkalten filtrieren.
• Anilinalkohol: 100ml 90%iger Ethanol werden mit 0.1ml Anilin versetzt.
• essigsaurer Alkohol: 100ml 96%iger Ethanol werden mit 1ml Eisessig versetzt.